STRESZCZENIE: Dokonano modyfikacji folii BOPP i PET powłokami zawierającymi melaniny grzybowe. Analizowano właściwości przeciwutleniające, zawartości polifenoli w powłokach, właściwości barierowe względem promieniowania UV-Vis oraz wpływ dodatku melanin na barwę folii. Stwierdzono, że dodatek melanin grzybowych do powłok naniesionych na powierzchnię folii BOPP i PET spowodował wzrost właściwości antyoksydacyjnych, wzrost zawartości polifenoli w powłokach oraz zmianę barwy folii w kierunku barw czerwonej i żółtej. Nie odnotowano poprawy właściwości barierowych modyfikowanych folii względem promieniowania UV-Vis. IN ENGLISH; BOPP and PET foils were coated with coatings containg fungal melanins. Antioxidant properties, polyphenolic content, UV-Vis barier properties and changes of colour were analyzed. The result suggested that incorporation of fungal melanins into foil coatings may improve their antioxidant properties, increasing of polyphenolic content and changes in colour. No improvement of UV-Vis barier properties was observed.
Innowacyjnym rozwiązaniem dotyczącym ochrony produktów spożywczych przed psuciem się jest stosowanie opakowań aktywnych bądź odpowiednich systemów pakowania żywności. Jednym z rozwiązań decydujących o tym, czy opakowanie zostanie zakwalifikowane do opakowań aktywnych, jest pokrywanie materiałów opakowaniowych powłokami zawierającymi substancje aktywne, m.in. antymikrobiologiczne bądź przeciw-utleniające. Przeciwutleniacze są powszechnie dodawane do produktów spożywczych w celu opóźnienia bądź zahamowania niekorzystnych zmian wynikających z procesów utleniania. Najczęściej wykorzystywanymi w przemyśle spożywczym przeciwutleniaczami są: kwas askorbinowy (E300), BHA (butylohydroksyanizol, E320), BHT (butylohydroksytoluen, E321), galusan propylu (E310) oraz tokoferole (E306-E309) [1].
Jednym z kierunków rozwoju opakowań aktywnych jest modyfikacja ich powierzchni za pomocą nośników zawierających substancje o właściwościach przeciwutleniających oraz barierowych względem promieniowania UV, lub też bezpośrednie włączanie takich substancji w strukturę materiału opakowaniowego, np. folii. Substancje promieniochronne ze względu na różny mechanizm działania można podzielić na filtry chemiczne (które rozpraszają padające na nie światło, np. TiO2, ZnO) oraz filtry chemiczne (które absorbują promieniowanie o określonej długości fali) [2]. Substancje barierowe względem promieniowania UV mogą chronić nie tylko produkt umieszczony w opakowaniu, ale również materiał opakowaniowy. Ważną cechą materiałów polimerowych jest ich odporność na działanie promieniowania UV, naturalnie występującego w środowisku i wpływającego na
właściwości fizyczne oraz mechaniczne materiałów polimerowych, a także na trwałość ich wybarwienia. Materiały polimerowe poddane działaniu czynników środowiska naturalnego ulegają przede wszystkim fotodegradacji, biodegradacji oraz degradacji hydrolitycznej. Zwłaszcza istotna jest podatność na fotodegradację, gdyż wyroby z tworzyw polimerowych znajdujące się w powszechnym użyciu są narażone zwykle na działanie światła słonecznego [3]. Dlatego poszukuje się skutecznych rozwiązań mających na celu przeciwdziałanie tym problemom.
Duże nadzieje wiąże się z substancjami pochodzenia naturalnego. W piśmiennictwie obecne są doniesienia o modyfikacji powierzchni/struktury materiałów opakowaniowych w kierunku nadania właściwości przeciwutleniających i barierowych w stosunku do promieniowania UV przez zastosowanie m.in. β-karotenu, tokoferolu, olejków eterycznych, kwasu askorbinowego, pochodnych kwasu cynamonowego oraz salicylowego, wyciągów roślinnych [1,4,5,6,7,8].
Melaniny to ogólna nazwa grupy wielkocząsteczkowych pigmentów odpowiedzialnych za ciemną pigmentację organizmów, powstających w wyniku oksydacyjnej polimeryzacji związków fenolowych i indolowych. Melaniny wykazują specyficzne właściwości fizykochemiczne. Wpływa na to obecność stabilnej populacji organicznych wolnych rodników o-semichinonowych, a także grup utleniających lub redukujących, np. o-chinonów oraz hydrochinonów. Dzięki temu posiadają właściwości antyutleniające, chroniące komórki przed cytotoksycznymi reaktywnymi formami tlenu (RFT) i wolnymi rodnikami takimi jak: tlen singletowy, rodnik hydroksylowy oraz anionorodnik ponadtlenkowy [9]. Melaniny są jednym z naturalnych środków ochronnych przed promieniowaniem UV (UVB i UVA). Znalazły zastosowanie w medycynie i technologii, m.in. w tomografii optoakustycznej, w syntezie nanocząstek o właściwościach antymikrobiologicznych czy do tworzenia soczewek pochłaniających promieniowanie UV [10]. W związku z tymi właściwościami zasadna wydaje się próba ich zastosowania do modyfikacji materiałów opakowaniowych w celu nadania im właściwości przeciwutleniających oraz ochronnych względem promieniowania UV.
Celem pracy była próba modyfikacji folii BOPP (polipropylenowa folia dwuosiowo orientowana) oraz PET (poli(tereftalan etylenu)) poprzez ich powlekanie nośnikami zawierającymi melaniny grzybowe w kierunku uzyskania właściwości przeciwutleniających oraz ochronnych względem promieniowania UV, a także określenie wypływu powłok oraz dodatku melanin na właściwości optyczne i barwę folii. Założono, że do uzyskania powłok aktywnych zostaną wykorzystane: melaniny pochodzące z owocników pieczarki dwuzarodnikowej (Agaricus bisporus), z ryzomorf opieńki miodowej (Armillaria mellea) oraz owocników tęgoskóra cytrynowego (Scleroderma citrinum).
Materiał i metody
Materiał badawczy stanowiły: owocniki pieczarki dwuzarodnikowej (Agaricus bisporus) zakupione w sklepie Tesco w Szczecinie, ryzomorfy opieńki miodowej (Armilaria mellea) oraz owocniki tęgoskóra cytrynowego (Scleroderma citrinum) zebrane w lesie mieszanym w okolicach Kobylanki, województwo zachodniopomorskie, w październiku 2016 roku. Materiał do badań stanowiły także wytłoczone w CBiMO (Centrum Bioimmobilizacji i Innowacyjnych Materiałów Opakowaniowych) folie BOPP o grubości 80 µm oraz PLA o grubości 20 µm. Wszystkie wykorzystane w badaniach odczynniki pochodziły z firmy Sigma-Aldrich.
Otrzymywanie melanin. W związku ze specyfiką materiału badawczego zastosowano dwie procedury pozyskania melanin. Owocniki A. bisporus zawierają niewiele melaniny, natomiast są bogate w jej prekursory oraz zawierają tyrozynazę (EC 1.14.18.1), dzięki czemu można przekształcić zawarte w owocnikach związki polifenolowe w melaninę. Ryzomorfy A. mellea oraz owocniki S. citrinum zawierają natomiast natywne melaniny.
W celu uzyskania jak największej ilości melaniny z owocników A. bisporus są one w pierwszej kolejności oczyszczane z resztek substratu do wzrostu wykorzystywanego w pieczarkarni oraz innych zanieczyszczeń. Następnie oczyszczony materiał homogenizowano mechanicznie (mielenie) w celu zwiększenia dostępności tyrozynazy do substratów polifenolowych, po czym inkubowano 24 h w temp. 37°C (optimum temperaturowe dla tyrozynazy) (IKA KS 4000i). Po 24 h do mieszaniny dodano 1 M NaOH do uzyskania pH=10 (w celu umożliwienia spontanicznej polimeryzacji w warunkach tlenowych pozostałych związków polifenolowych do melaniny) i inkubowano kolejne 24 h w temp. 65°C. Po okresie inkubacji mieszaninę filtrowano. Oddzielony supernatant doprowadzono do pH 2 za pomocą 1 M HCl (w celu wytrącenia melaniny) [11]. Wytrąconą melaninę odwirowywano (6000 rpm, 10 min, MPW-352R, MPW MED. INSTRUMENTS), po czym inkubowano 1 h w 6 M HCl, w cieplarce (Binder, 90°C) w celu oczyszczenia z komponentów białkowych i węglowodanowych. Osad melaniny odwirowano i oczyszczano za pomocą octanu etylu, etanolu oraz chloroformu w celu usunięcia lipidów. Oczyszczoną melaninę odwirowano i w celu usunięcia resztek rozpuszczalników umieszczono w szklanym krystalizatorze w cieplarce w temperaturze 60°C aż do całkowitego odparowania.
Ryzomorfy A. mellea oczyszczano i homogenizowano. Owocniki S. citrinum oczyszczano i pozbawiano perydrium (osłonki otaczającej owocnik). Zawartą we wnętrzu owocnika warstwę hymenialną (gleba) homogenizowano. Następne etapy postępowania były wspólne dla ryzomorf A. mellea i gleby S. citrinum. 50 g materiału umieszczano w 200 ml 1 M NaOH, po czym ekstrahowano melaniny w wytrząsarce (200 rpm, 50°C, 24 h). Po tym czasie mieszaninę filtrowano. Supernatant zakwaszano do pH=2 za pomocą 1 M HCl. Kolejne etapy postępowania były identyczne jak w przypadku oczyszczania melaniny z A. bisporus.
Przygotowanie układów powłokotwórczych oraz nanoszenie powłok. Przygotowano 18 układów powłokotwórczych zawierających melaniny oraz 6 układów kontrolnych. Jako nośniki wybrano: chitozan (Zhejiang Golden-Shell Pharmaceutical CO. Ltd., Chiny) oraz skrobię hydroksypropylowaną A4b (Dow, USA).
Melaniny otrzymane z odpadu A. bisporus, ryzomorf A. mellea oraz owocników S. citrinum oznaczono odpowiednio: „Ab”, „R”, „Sc”. Każdą melaninę rozpuszczono w DMSO (dimetylosulfotlenku) do uzyskania stężenia 5 mg/ml.
W celu wytworzenia powłoki na bazie chitozanu (CH) do 1% roztworu kwasu mlekowego w wodzie dodano chitozan do uzyskania stężenia 2%. Całość mieszano za pomocą mieszadła magnetycznego (Ika) z prędkością 600 rpm przez 24 h.
W celu uzyskania powłoki na bazie skrobi (SK) przeprowadzono proces kleikowania. 8% wodny roztwór skrobi A4b umieszczono w łaźni wodnej (Julabo) i podgrzewano do 90°C jednocześnie mieszając za pomocą mieszadła mechanicznego (400 rpm, IkaT18 Ultra Turrax). Roztwór inkubowano w łaźni przez 30 min w celu dokładnego skleikowania i uzyskania jednorodnego roztworu.
Układy powłokotwórcze przygotowano w ten sposób, że do 10 ml roztworów nośników dodawano odpowiednio 200 µl, 500 µl, 1000 µl roztworów melanin w DMSO, tak aby uzyskać stężenia: (1) 100 µg/ml, (2) 250 µg/ml, (3) 500 µg/ml. Po dodaniu melaniny roztwory dokładnie worteksowano. Przygotowano również układy kontrolne (K), do których dodano DMSO bez melanin, odpowiednio 200 µl, 500 µl, 1000 µl. Przygotowane układy powłokotwórcze ilustruje tab. 1.
Folie przed procesem powlekania poddano aktywacji koronowej. Folie powlekano za pomocą powlekarki (Unicoater 409, Erichsen, Niemcy) z wykorzystaniem wałka o średnicy drutu 0,76 mm i grubości warstwy osadzanej 60 µm. Następnie arkusze folii były suszone w cieplarce (Binder) przez 20 minut w temperaturze 45°C.
Metodyka badań
Oznaczanie grubości folii. Grubość folii po procesie powlekania i suszenia mierzono za pomocą grubościomierza (Sylvac µS229, Szwajcaria) w 5 losowo wybranych miejscach zarówno na foliach z powłokami, jak i niemodyfikowanych foliach BOPP i PET; wyniki uśredniono.
Oznaczanie właściwości przeciwutleniających folii. Do oznaczenia właściwości przeciwutleniających folii posłużono się metodą z użyciem syntetycznego rodnika DPPH (1,1-difenylo-2-pikrylohydrazyl) [4,5,12]. 3 ml roztworu powlekającego (RP) mieszano z 1 ml 1mM roztworu rodnika DPPH w metanolu. Następnie mieszaninę worteksowano i inkubowano w ciemności, w temperaturze 25°C przez 30 minut. Po okresie inkubacji absorbancję roztworu oznaczano spektrofotometrycznie (Evolution 220, Thermo Scientific) przy długości fali 517 nm. Każdy pomiar wykonano w trzech powtórzeniach, wyniki uśredniono. Procentową wartość właściwości antyutleniających roztworów powlekających obliczano z wzoru:
AbsDPPH – AbsRP
%inhibicji DPPH = x 100%
AbsDPPH
gdzie: AbsDPPH – wartość absorbancji 1mM roztworu DPPH w metanolu przy długości fali 517 nm, AbsRP – wartość absorbancji roztworu powlekającego przy długości fali 517 nm
Oznaczanie zawartości polifenoli w powłokach. W celu oznaczenia zawartości polifenoli w powłokach z każdej folii wycięto 10 kwadratów o powierzchni 1 cm2. Kwadraty umieszczono w probówkach typu Falcon, do których dodano 2,4 ml wody destylowanej oraz 0,15 ml odczynnika Folina-Ciocalteau. Mieszaninę inkubowano 8 minut w temperaturze 25°C, po czym dodawano 0,45 ml nasyconego roztworu Na2CO3. Całość inkubowano w temp. 40°C przez 30 minut w ciemności. Po tym czasie mierzono spektrofotometrycznie (Evolution 220, Thermo Scientific) wartość absorbancji roztworu przy długości fali 765 nm4). Każdy pomiar wykonano w trzech powtórzeniach, wyniki uśredniono. Przygotowano roztwór kalibracyjny kwasu galusowego w metanolu. Zawartość polifenoli w powłokach wyrażono w przeliczeniu na µg kwasu galusowego zawarte w 1 cm2 folii, korzystając z równania krzywej kalibracyjnej (y = 1,1672x + 0,0053, R2 = 0,9985).
Oznaczanie właściwości barierowych folii względem promieniowania UV-Vis. Właściwości barierowe względem promieniowania UV-Vis oznaczano poprzez pomiar transmitancji folii (Evolution 220, Thermo Scientific). Prostokątne kawałki folii o wym. 2 cm x 4 cm umieszczano bezpośrednio na kwarcowej kuwecie, próbę odniesienia stanowiła pusta kuweta. Transmitancję folii mierzono w zakresie od 200 nm do 800 nm [7].
Przeźroczystość folii (T, transparency) obliczano z wzoru:
T = – log T600/X
gdzie: T600 – wartość transmitancji folii przy długości fali
600 nm, X – grubość folii, mm. Im wyższa wartość T, tym niższa przezroczystość folii [7]
Oznaczanie barwy folii. Pomiaru barwy folii dokonano za pomocą spektrodensytometru (FD-5, Konica Minolta, Japonia). Na podstawie modelu CIE L*a*b dokonano obliczeń parametrów L, *a, *b, opisujących jasność próbek oraz parametry chromatyczne. Folie umieszczano nad dołączoną do zestawu standardową białą płytką (L = 92,99, a = - 0,15, b = 2,74). Pomiarów dokonano w 5 powtórzeniach, wyniki zaś uśredniono. Wyznaczono również parametry ΔE (różnicę koloru w odniesieniu do standardowej białej płytki), YI (yellowness index), WI (whiteness index) na podstawie wzorów [4]:
DE = [(Lstandard – Lfolii)2 + (astandard – afolii)2 + (bstandard – bfolii)2]0,5
YI = 142,86b x L-1
WI = 100 – [(100 – L)2 + a2 + b2]0,5
Wyniki i dyskusja
Na podstawie przeprowadzonych doświadczeń stwierdzono, że dodatek melanin grzybowych do powłok nanoszonych na powierzchnię folii BOPP oraz PET pozwala nadać im właściwości przeciwutleniające (tab. 2.).
Odnotowano, że wszystkie folie – zarówno BOPP, jak i PET – wykazywały właściwości przeciwutleniające. Wśród powłok na foliach BOPP najwyższą wartość inhibicji rodnika DPPH zaobserwowano w przypadku folii BOPP-CHSc3 (25,49±0,07%), była to również najwyższa wartość wśród wszystkich powłok z chitozanu na foliach BOPP, najmniejszą zaś wartość odnotowano dla folii BOPP-CHAb1 (8,61±0,08%). Wśród powłok ze skrobi A4b największą zdolnością do inhibicji rodnika DPPH charakteryzowała się folia BOPP-SKR3 (23,28±0,04%), najmniejszą BOPP-SKR1 (12,45±0,06%). Na powłokach z lakieru „Varnish” największą wartość odnotowano dla folii BOPP-VR3 (20,72%), najmniejszą dla folii BOPP-VAb1 (8,03%). Wśród powłok chitozanowych na foliach PET najwyższą wartość inhibicji rodnika DPPH zanotowano dla folii PET-CHSc3 (25,49±0,14%), najniższą dla folii PET-CHAb1 (8,62±0,04%). Na powłokach ze skrobi A4b najwyższą wartość zaobserwowano dla folii PET-SKR3 (23,28±0,07%), najmniejszą zaś dla PET-SKR1 (12,46±0,01%). Powłoki chitozanowe i skrobiowe, do których nie dodano melanin, również charakteryzowały się właściwościami przeciwutleniającymi, jednakże znacznie mniejszymi w porównaniu z powłokami zawierającymi melaniny. Wynika to z faktu, że wolne rodniki DPPH mogą reagować z grupami aminowymi (NH2) chitozanu, tworząc formę zredukowaną, grupy aminowe zaś, przyjmując atom wodoru, mogą tworzyć jony amonowe (NH3+). Podobnie w przypadku skrobi: wolne rodniki DPPH mogą reagować z grupami hydroksylowymi (-OH), które w wyniku przyłączenia atomu wodoru tworzą grupę (OH2+) [4,5].
W badaniach własnych za pomocą metody Folina-Ciocalteau oznaczono zawartość polifenoli przypadającą na 1 cm2 powłok na foliach BOPP i PET. Zaobserwowano, że w przypadku powłok chitozanowych i skrobiowych wraz ze wzrastającym stężeniem melanin w roztworze powłokotwórczym wzrastała zawartość polifenoli na 1 cm2 powłok (tab. 2.). Najwyższą zawartość polifenoli wśród folii BOPP odnotowano w przypadku folii BOPP-CHSc3 (9,22±0,05 µg/cm2), dla folii tej uzyskano również najwyższy stopień inhibicji rodnika DPPH. Podobnie najwyższą zawartość polifenoli (9,23±0,10 µg/cm2) wśród folii PET odnotowano w przypadku folii PET-CHSc3. Folie pokryte jedynie nośnikami bez melanin również dały dodatni wynik na polifenole w powłoce. Wynika to najprawdopodobniej z faktu, że zarówno chitozan, jak i skrobia zawierają w cząsteczkach grupy -OH, które mogą powodować interferencje w uzyskanym wyniku [4,6].
Nie odnotowano znaczącej poprawy właściwości barierowych względem promieniowania UV-Vis w przypadku modyfikowanych folii BOPP (tab. 3.) oraz PET (tab. 4.). Duży wpływ na właściwości barierowe miały same powłoki niezawierające melanin, szczególnie powłoki ze skrobi. Największy wpływ melanin na właściwości barierowe powłok względem promieniowania UV wśród folii BOPP zaobserwowano dla folii BOPP-CHAb3, w przypadku której transmitancja przy długości fali w zakresie 250-300 nm była o ok. 4% niższa niż w przypadku folii powleczonej chitozanem, natomiast przy długości fali 225 nm była niższa o ok. 16,61%. Wynika to z faktu, że wiele melanin grzybowych wykazuje maksimum absorbancji w zakresie 210-230 nm [11,13,14,15]. Brak znaczącej poprawy właściwości barierowych względem promieniowania UV-Vis odnotowano także w przypadku modyfikowanych folii PET. Widoczna jest wysoka barierowość niemodyfikowanej folii PET w zakresie 200-300 nm. Zaobserwowano jedynie nieznaczną poprawę w przypadku folii z powłokami skrobiowymi zawierających melaniny grzybowe, np. przy długości fali 325 nm folie charakteryzowały się transmitancją o ok. 4% niższą niż folie modyfikowane samymi powłokami skrobiowymi. Najprawdopodobniej wykorzystane w badaniach własnych stężenia melanin były zbyt niskie dla uzyskania satysfakcjonującej poprawy właściwości barierowych względem promieniowania UV-Vis. Wykorzystując wyniki pomiarów grubości folii oraz wartości transmitancji przy długości fali 600 nm obliczono wartości T (przeźroczystości) folii. Odnotowano, że folie pokryte powłokami ze skrobi były mniej przeźroczyste w porównaniu do czystych, niemodyfikowanych folii BOPP (tab. 5.) i PET (tab. 6.).
Zaobserwowano wpływ dodatku melanin grzybowych w powłokach na parametry chromatyczne modyfikowanych folii. Wyniki przedstawione zostały w postaci zmiennych *a, *b oraz L, gdzie *a określa zmianę barwy od zielonej (dla wartości ujemnych) do czerwonej (dla wartości dodatnich), natomiast *b od niebieskiej (dla wartości ujemnych) do żółtej (dla wartości dodatnich). L oznacza wartości luminancji (jasność) i zmienia się w zakresie od 0 dla barwy czarnej do 100 dla barwy białej. Zaobserwowano, że wzrastające stężenia melanin grzybowych w powłokach powodowały wzrost wartości parametru *a (w kierunku czerwonej) zarówno w przypadku modyfikowanych folii BOPP (tab. 5.), jak i PET (tab. 6.). Zanotowano również w przypadku wszystkich folii zawierających melaniny grzybowe wzrastające wraz ze stężeniem melanin w powłoce wartości para-
metru *b (w kierunku barwy żółtej). Parametry chromatyczne w kierunku barw czerwonej i żółtej są charakterystyczne dla melanin [15]. Na podstawie pomiarów wartości chromatycznych oraz jasności obliczono również zmianę barwy folii DE w stosunku do standardowej białej płytki. Przyjmuje się, że niedoświadczony obserwator zauważa już różnicę odpowiadającą DE>2, natomiast gdy DE>3,5, różnica barw jest wyraźna. W przypadku wszystkich folii zaobserwowano DE>3,5, tak więc różnica barw była wyraźna w odniesieniu do standardowej białej płytki. Zanotowano, że wraz ze wzrostem stężenia melanin w powłokach wzrastała wartość YI, co wiąże się ze zmianą parametru *b w kierunku barwy żółtej.
Podsumowanie i wnioski
Powlekanie folii BOPP i PET powłokami zawierającymi melaniny grzybowe może służyć modyfikacji folii w kierunku nadania im właściwości przeciwutleniających. Wraz ze zwiększającym się udziałem melanin grzybowych w powłokach wzrastały ich właściwości przeciwutleniające, co najprawdopodobniej wiąże się ze wzrastaniem ilości grup hydroksylowych zdolnych do inhibicji wolnych rodników. Mimo wzrastającego udziału melanin w powłokach nie zaobserwowano znaczącej poprawy właściwości barierowych względem promieniowania UV zarówno folii BOPP, jak i PET. Dodatek melanin do powłok wpłynął na parametry chromatyczne folii. Wraz ze wzrastającym stężeniem melanin w powłokach zaobserwowano wzrastającą zmianę barwy folii w kierunku barw czerwonej i żółtej.
Literatura
[1] Brody A., Strupinsky E., Kline L., 2001, Active Packaging for Food Applications
[2] Nałęcz-Jawecki G., Zawadzki T., Skrzypczak A., 2012, Substancje promieniochronne a środowisko przyrodnicze. Biuletyn Wydziału Farmaceutycznego Warszawskiego Uniwersytetu Medycznego, 5, 32-39
[3] Stepczyńska M., 2015. Wpływ promieniowania UV-Vis na właściwości termomechaniczne i strukturę barwionej folii PLA. Polimery, 60 (6), 385-390
[4] Mehdizadeh T., Tajik H., Rohani S. M. R., Oromiehie A. R., 2012. Antibacterial, antioxidant and optical properties of edible starch-chitosan composite film containing Thymus kotschyanus essential oil. Veterinary Research Forum 3 (3), 167-173
[5] Mikusanti H., Masril K. I. 2013. Antibacterial and Antioxidant of Uwi (Dioscorea alata L) Starch Edible Film Incorporated with Ginger Essential Oil. International Journal of Bioscience, Biochemistry and Bioinformatics 3 (4), 354-356
[6] Siripatrawan U., Harte B. R., 2010. Physical properties and antioxidant activity of an active film from chitosan incorporated with green tea extract. Food Hydrocolloids, 24, 77-775
[7] Wu J., Chen S., Ge S., Miao J., Li J., Zhang Q., 2013. Preparation, properties, and antioxidant activity of an active film from silver carp (Hypophthalamichthys molitrix) skin gelatin with green tea extract. Food Hydrocolloids, 32, 42-51
[8] Norajit K., Kim K. M., Ryu G. H., 2010. Comparative studies on the characterization and antioxidant properties of biodegradable alginate films containing ginseng extract. Journal of Food Engineering, 98, 377-384
[9] Różanowska M., Sarna T., Land E., Truscott G., 1999. Free radical scavening properties of melanin interaction of eu- and pheo-melanin models with reducing and oxidising radicals. Free Radical Biology & Medicine 26, 518-525
[10] Łopusiewicz Ł., Lisiecki S., 2016. „Czarne złoto” – melaniny w życiu człowieka. Kosmos Problemy Nauk Biologicznych 65, 4 (313), 621-629. Ł. Łopusiewicz, S. Lisiecki, Kosmos 2016, 4 (313), 621-629
[11] Harki E., Talou T., Dargent R., 1997. Purification, characterisation and analysis of melanin extracted from Tuber melanosporum Vitt. Food Chemistry, 58 (1-2), 69-73
[12] Trzcińska M., Sieliwanowicz B., Hałasińska A., Czupryński B., 2007. Application of physiochemically modified polymeric foil to develop antioxidant packaging. Polish Journal of Food and Nutrition Sciences 57 (2), 173-176
[13] Zhan F., He Y., Zu Y., Li T., Zhao Z., 2011. Characterisation of melanin isolated from a dark septate endophyte (DSE), Exophiala pisciphila. World J. Microbiol Biotechnol, 27, 2483-2489
[14] Ye M., Wang Y., Qian M., Chen X., Hu X., 2011. Preparation and Properties of Melanin from Lachnum singeriangum. International Journal of Basic & Applied Sciences, 11 (3), 51-58
[15] Zou Y., Wen Y., She W., Hu W., 2014. Physiochemical Properties of Melanin from A. auricula Fruiting Bodies. Advance Journal of Food Science and Technology, 6 (8), 1002-1004
Łukasz Łopusiewicz, Sławomir Lisiecki, Małgorzata Mizielińska
Alfa-Print Sp. z o.o.
ul. Świętokrzyska 14A
00-050 Warszawa
