STRESZCZENIE: Opracowano 13 formulacji emulsji, zawierających substancje hydrofobowe. Do emulsji wprowadzono komórki Lactobacillus rhamnosus. Bakterie kapsułkowano za pomocą procesu suszenia rozpyłowego w skali laboratoryjnej. Proszki zapakowano w niskobarierowe woreczki PLA. Porównywano przeżywalność bakterii po procesie suszenia oraz po 4 tygodniach przechowywania proszków w temp. 25°C. Najlepszym protektantem dla L. rhamnosus podczas suszenia była 20% skrobia, dla której liczebność komórek spadła z 2,98 x109 jtk/g do 2,26 x109 jtk/g. Skrobia nie chroniła jednak bakterii po 4 tygodniach przechowywania w temp. 25°C. Najlepsze wyniki w testach przechowalniczych uzyskano dla emulsji zawierających 20% skrobi, 10% masła kakaowego i 10% maltodekstryny oraz dla emulsji składającej się z 20% skrobi z 10% dodatkiem masła kakaowego. Dla tych układów liczebności komórek spadły tylko o 1 rząd logarytmiczny, tzn. z 1,52 x109 jtk/g oraz 1,77 x109 jtk/g do 2,19 x108 jtk/g i do 2,46 x108 jtk/g. ABSTRACT: 13 different emulsions containing hydrophobic substances were used to protect Lactobacillus rhamnosus cells during spray drying. The powders were introduced into low-barier PLA bags and packed in air conditions. The viability of bacteria after drying and after 4 weeks storage in 25°C was analyzed. The 20% starch was the best protectant for L. rhamnosus cells after drying due to the lowest decrease of their viability (from 2,98 x109 cfu/g to 2,26 x109 cfu/g). It was demonstrated that 20% starch contaning 10% of cocoa butter and 10% of maltodextrin and an emulsion consisted of 20% starch and 10% cocoa butter were the best protectants for probiotics after 4 weeks of storage in 25°C. The numbers of survinal cells for these emulsions decreased from 1,52 x109 cfu/g to 2,19 x108 cfu/g and from 1,77 x109 cfu/g to 2,46 x108 cfu/g respectively.
Wprowadzenie
Mikroorganizmy probiotyczne dodawane do produktów spożywczych powinny być stabilne podczas ich produkcji i przechowywania. Powinny zachowywać wysoką liczebność po kontakcie z sokiem żołądkowym, zachowując właściwości prozdrowotne dla człowieka. Mikrokapsułkowanie to metoda, która chroni mikroorganizmy. Mikrokapsułka jest mikroopakowaniem dla komórek bakteryjnych i tworzy mikrośrodowisko dla drobnoustrojów. Suszenie rozpyłowe jako jedna z technik kapsułkowania jest alternatywą dla powszechnie stosowanej metody suszenia probiotyków – liofilizacji. Za suszeniem rozpyłowym przemawiają o 80% niższe koszty operacyjne pułapkowania bakterii [1,3-10,14,16]. Podczas suszenia rozpyłowego bakterie narażone są na stres termiczny, dehydratację, stres oksydacyjny oraz zwiększone ciśnienie osmotyczne. Mikroorganizmy mogą być chronione przed negatywnymi czynnikami związanymi z suszeniem za pomocą: (I) dodatku substancji ochronnych, (II) adaptacji komórek do parametrów procesu. Ochrona ta może poprawić przeżywalność bakterii nie tylko bezpośrednio po procesie suszenia, ale i podczas ich przechowywania, zwłaszcza w opakowaniach niskobarierowych, które nie chronią drobnoustrojów przed kontaktem z tlenem i parą wodną. Do najczęściej wykorzystywanych podczas suszenia protektantów należą sacharydy (głównie disacharydy, ale także dextran i polidekstroza), które mogą zapobiegać utracie integralności ściany komórkowej bakterii przez zeszklenie disacharydu. Ponadto dodatek antyoksydantów, np. kwasu askorbinowego, zapobiega oksydacji komórek. Dowiedziono także, że przeżywalność bakterii w trakcie suszenia zwiększa się po dodaniu glutaminianu monosodowego, maltodekstryny czy odtłuszczonego mleka [5]. Dowiedziono, że także tłuszcze/woski mogą stanowić ochronę dla mikroorganizmów, choć mechanizm ich działania na komórki bakteryjne nie został do końca wyjaśniony [16]. Zatem wykorzystanie emulsji uzyskanej z substancji hydrofobowej i skrobi mogłoby stanowić nie tylko ochronę komórek bakteryjnych podczas suszenia rozpyłowego, mogłoby także wpłynąć na zwiększenie przeżywalności bakterii po ich przechowywaniu w różnych warunkach.
Celem przeprowadzonych badań było opracowanie optymalnej formulacji emulsji na bazie skrobi, zawierającej substancje hydrofobowe, mające na celu ochronę bakterii probiotycznych podczas suszenia rozpyłowego oraz wpływające na stabilność produktu po 4-tygodniowym przechowywaniu w woreczkach z PLA w temp. 25°C.
Materiał i metody badań
Materiał do badań stanowił szczep L. rhamnosus, uzyskany z kolekcji Instytutu Immunologii i Terapii Doświadczalnej z Wrocławia. Do namnażania i hodowli mikroorganizmów wykorzystano stałą pożywkę MRS (Merck) oraz bulion MRS (Merck). Pożywki przygotowano zgodnie z protokołem firmy.
Do immobilizacji mikroorganizmów wykorzystano masło kakaowe (Cargil) oraz skrobię (Capsul TA, Ingredion), Tween 80 (Chempur), maltodekstrynę niskoscukrzoną (Pepess), maltodekstrynę C*Dry średnioscukrzoną (Pepess) oraz inulię (Ingredion), a także olej rzepakowy, lniany i olej kokosowy (Lidl). Szczep L. rhamnosus IIiTD namnażano w bulionie MRS w temperaturze 37°C przez 24 h. Następnie odwirowywano biomasę z prędkością 5000 rpm przez 10 min (MPW). Przygotowano emulsje zawierające substancje hydrofobowe: 20% roztwory skrobi (faza ciągła), do których dodawano kolejne składniki. Następnie przygotowano zawiesiny masła kakaowego (z lub bez innych substancji hydrofobowych) z 6% (w stosunku do s. m. skrobi) zawartością komórek L. rhamnosus, 1% zawartością Tween 80 (faza rozproszona). Następnie do roztworów fazy ciągłej dodano podgrzane do 37°C fazy rozproszone. Obie fazy połączono ze sobą intensywnie mieszając na mieszadle mechanicznym z prędkością 1000 rpm (Ika, Niemcy). Wykonano także emulsje bez substancji hydrofobowych: 20% roztwory skrobi, do których dodawano kolejne składniki oraz 6% komórek L. rhamnosus, całość intensywnie mieszano na mieszadle mechanicznym z prędkością 1000 rpm (Ika, Niemcy). Sprawdzono wyjściową liczbę komórek bakteryjnych w emulsjach przez wysianie 500 µL emulsji (i 10-tnych rozcieńczeń) na podłoża MRS agar.
Opracowano 13 formulacji, według których przygotowano emulsje. Zawartości procentowe poszczególnych składników były następujące (pH 6,5):
– I 20% skrobia TA + 10% maltodekstryna niskoscukrzona + 6% biomasy L. rhamnosus;
– II 20% skrobia TA + 10% maltodekstryna niskoscukrzona + 10% masło kakaowe + 6% biomasy L. rhamnosus;
– III 20% skrobia TA + 6% biomasy L. rhamnosus;
– IV 20% skrobia TA + 10% maltodekstryna średnioscukrzona C*Dry + 10% masło kakaowe + 6% biomasy L. rhamnosus;
– V 20% skrobia TA + 10% maltodekstryna niskoscukrzona + 5% inulina + 6% biomasy L. rhamnosus;
– VI 20% skrobia TA + 10% maltodekstryna niskoscukrzona + 10% masło kakaowe + 5% inulina + 6% biomasy L. rhamnosus;
– VII 20% skrobia TA + 5% inulina + 6% biomasy L. rhamnosus;
– VIII 20% skrobia TA + 5% inulina+ 10% masło kakaowe + 6% biomasy L. rhamnosus;
– IX 20% skrobia TA + 10% olej kokosowy + 6% biomasy L. rhamnosus;
– X 20% skrobia TA + 10% maltodekstryna niskoscukrzona + 5% maltodekstryna średnioscukrzona C*Dry + 10% masło kakaowe + 6% biomasy L. rhamnosus;
– XI 20% skrobia TA + 10% maltodekstryna niskoscukrzona + 5% C*Dry maltodekstryna średnioscukrzona + 8% masło kakaowe + 2% olej lniany + 6% biomasy L. rhamnosus;
– XII 20% skrobia TA + 10% maltodekstryna niskoscukrzona + 5% C*Dry maltodekstryna średnioscukrzona + 8% masło kakaowe + 2% olej rzepakowy + 6% biomasy L. rhamnosus;
– XIII 20% skrobia TA + 10% masło kakaowe + 6% biomasy L. rhamnosus.
Znajdujące się w formulacjach mikroorganizmy suszono rozpyłowo (z wykorzystaniem suszarki Mini Spray Dryer B-290, Szwajcaria). Parametry były następujące: temperatura wlotowa 180°C, temperatura wylotowa 65°C, przepływ produktu 290 mL/h. Proszki zawierające mikroorganizmy przechowywano w wytłaczanych w CBIMO woreczkach PLA o grubości 20 µm przez 4 tygodnie w temp. 25°C. W celu sprawdzenia liczebności bakterii po suszeniu rozpyłowym oraz po przechowywaniu po 1 g proszków zawierających komórki L. rhamnosus dodawano do 9 mL bulionu MRS o pH 7,0. Wykonywano kolejne 10-tne rozcieńczenia. Następnie 500 µL z każdego rozcieńczenia wysiewano na stałe podłoża MRS. Pożywki inkubowano w temp. 37°C przez 24 h. Po inkubacji liczono kolonie bakteryjne, wyniki podawano w jtk/1 g proszku. Wszystkie doświadczenia wykonywano w trzech powtórzeniach. Wyniki uśredniono, obliczono odchylenia standardowe. Badano, czy w wyniku suszenia rozpyłowego uzyskano kapsułki, ich morfologię analizowano za pomocą mikroskopii elektronowej SEM. Poddawane analizie próby zostały umieszczone na stolikach z taśmą węglową. Następnie nadmiar próby został zdmuchnięty sprężonym powietrzem. Następnie próby napylono złotem stosując napylarkę ES Q150T firmy Quorum Technologies (Wielka Brytania). Napylone próby umieszczono w komorze skaningowego mikroskopu elektronowego SEM VEGA LMU (Tescan, Czechy). Do pomiaru zastosowano detektor elektronów wtórnych (SE) oraz napięcie 10 kV. Pracowano w stałej próżni. Analizowano także morfologię kapsułek po ich przechowywaniu.
Wyniki i dyskusja
Na podstawie przeprowadzonych doświadczeń stwierdzono, że mikroorganizmy suszone w emulsji III (20% skrobia TA) najlepiej przeżywały proces suszenia rozpyłowego w skali laboratoryjnej. Zaobserwowano, że liczba żywych komórek dla tego układu spadła z 2,98 x109 jtk/g do 2,26 x109 jtk/g (rys. 1).
Nieco gorsze wyniki odnotowano dla emulsji I, tj. dla skrobi zawierającej 10% niskoscukrzoną maltodekstrynę oraz dla emulsji IV, tj. skrobi zawierającej 10% średnioscukrzoną maltodekstrynę z 10% dodatkiem masła kakaowego. W tym przypadku liczba komórek L. rhamnosus spadła odpowiednio z 3,19 x109 jtk/g do 1,68 x109 jtk/g oraz z 3,24 x109 jtk/g do 1,52 x109 jtk/g. Dla układów emulsji II, IX, XII i XIII uzyskano zbliżone liczebności żywych komórek probiotycznych, dla tych układów spadek ilości bakterii nie przekraczał 1 rzędu log. Wszystkie te emulsje zawierały w swoim składzie substancje hydrofobowe. Podobnie dla układów VI-VIII i X-XI, czyli dla emulsji zawierających tłuszcze roślinne, odnotowano zbliżone wartości liczby komórek probiotycznych. Dla tych układów jednak spadek przeżywalności był wyższy, ponieważ przekraczał 1 rząd logarytmiczny (rys. 1). Najgorsze wyniki uzyskano dla emulsji V, która podobnie jak układy VI-VIII zawierała inulinę. Można zatem przypuszczać, że inulina najsłabiej chroniła drobnoustroje w procesie suszenia rozpyłowego.
Testy przechowalnicze doprowadziły do stwierdzenia, że kapsułkowane za pomocą suszenia rozpyłowego bakterie mogą być przechowywane 1 tydzień w temp. 25°C. Odnotowano, że dla większości układów liczebność bakterii utrzymywała się w tym samym log rzędzie, co oznacza, że spadki przeżywalności były niewielkie. Najlepsze wyniki uzyskano dla emulsji III-VI, XIII. Dla kompozycji III liczba żywych komórek spadła z 2,26 x109 jtk/g do 2,14 x109 jtk/g, dla emulsji V z 2,18 x108 jtk/g do 1,45 x108 jtk/g, dla emulsji VI z 5,86 x108 jtk/g do 3,80 x108 jtk/g, a dla emulsji XIII z 1,77 x109 jtk/g do 9,86 x108 jtk/g. Dla emulsji IV zaobserwowano natomiast wzrost liczby komórek L. rhamnosus z 1,52 x109 jtk/g do 3,95 x109 jtk/g. Po dwóch tygodniach przechowywania proszków w temp. pokojowej, w woreczkach PLA odnotowano większe spadki przeżywalności bakterii, choć w dalszym ciągu mieściły się one w obrębie 1 rzędu log. Najlepsze wyniki uzyskano dla układów IV, XIII, a także dla emulsji VI i II, czyli dla kompozycji, które zawierały w swoim składzie masło kakaowe. Po 4 tygodniach przechowywania próbek w warunkach pokojowych zaobserwowano większe różnice w liczebności bakterii probiotycznych (rys. 2).
Najlepsze rezultaty uzyskano dla emulsji IV i XIII, dla których liczby żywych komórek spadły odpowiednio do 2,19 x108 jtk/g (IV) i do 2,46 x108 jtk/g (XIII). Dodać należy, że liczebności L. rhamnosus z próbki XIII po 2 i 4 tygodniach ich przechowywania były zbliżone, co nasunęło przypuszczenie, że produkt się ustabilizował. Najwyższe spadki liczebności po 4 tygodniach przechowywania proszków zaobserwowano dla emulsji X, XI, XII zawierających maltodekstrynę niskoscukrzoną (rys. 3). Wynosiły one ponad 3 rzędy log.
Analiza SEM proszków po suszeniu rozpyłowym udowodniła obecność kapsułek dla wszystkich analizowanych układów emulsji wykorzystanych do ochrony mikroorganizmów podczas procesu (rys. 4 a, b). Nie odnotowano różnic w morfologii kapsułek wynikających z obecności substancji hydrofobowej. Nie zaobserwowano także uszkodzeń kapsułek (w postaci mikropęknięć) po 4 tygodniach przechowywania próbek w opakowaniach niskobarierowych w warunkach pokojowych (rys. 5 a, b).
Mikroorganizmy poddano suszeniu rozpyłowemu w temp. 180°C z temperaturą wylotową 65°C, a tym samym narażono je na stres termiczny. Wykorzystane podczas suszenia emulsje (12 różnych składów) ochroniły mikroorganizmy, co potwierdził niewielki spadek ich liczebności (mieszczący się w 1 log) po procesie. 20% skrobia okazała się najlepszym protektantem suszonych rozpyłowo komórek L. rhamnosus, co koresponduje z wynikami innych autorów, którzy potwierdzają skuteczność polisacharydów w ochronie bakterii narażonych na stres termiczny. Skrobia nie stanowiła jednak najlepszej ochrony po 4 tygodniach przechowywania mikroorganizmów w niskobarierowych opakowaniach w temp. 25°C. Dodatek masła kakaowego nie spowodował poprawy przeżywalności bakterii po procesie suszenia rozpyłowego, jednak zwiększył znacznie przeżywalnosć probiotyków po 4 tygodniach ich przechowywania, co może być związane z tym, że masło jest substancją hydrofobową, a szczelna kapsułka z masła, w której pułapkowane były bakterie, jak opakowanie barierowe względem pary wodnej może skutecznie chronić je przed kontaktem z wilgocią. Emulsje zawierające substancje hydrofobowe mogą zatem zostać zastosowane podczas suszenia rozpyłowego mikroorganizmów, które będą dodawane do produktów spożywczych przechowywanych w warunkach pokojowych. Uzyskane wyniki korespondują z rezultatami innych autorów, którzy dodawali substancje ochronne podczas suszenia rozpyłowego probiotyków, by zwiększyć ich przeżywalność. S.V. Avila-Reyesa i wsp. [3] wykorzystali inulinę wyizolowaną z cykorii oraz skrobię natywną z ryżu do ochrony komórek L. rhamnosus podczas suszenia rozpyłowego. Przygotowali 20% oraz 30% r-ry skrobi. Na podstawie przeprowadzonych badań stwierdzili, że bakterie chronione przez skrobię charakteryzowały się wyższą przeżywalnością niż suszone z inuliną. Natomiast C. S. Ranadheera i wsp. [13] kapsułkowali mieszaną hodowlę Lactobacillus acidophilus LA-5, Bifidobacterium animalis subsp. lactis BB-12 i Propionibacterium jensenii 702.
Mikroorganizmy wprowadzono do 20% mleka koziego i suszono rozpyłowo w temp. suszenia 195°C z temp. wylotową 85°C. Autorzy odnotowali wysokie spadki przeżywalności mikroorganizmów, które tłumaczyli antagonistycznym działaniem drobnoustrojów. G. Spigno i wsp. [15] przygotowali dwie różne formulacje wykorzystywane podczas suszenia rozpyłowego bakterii, które miały zostać dodane do lodów. I formulację stanowiło 46% odłuszczonego mleka w proszku, 24% bezwodnej glukozy, 28% maltodekstryny, 2% alginianu sodu, natomiast II formulacja składała się z: 46% odłuszczonego mleka w proszku, 24% bezwodnej glukozy, 28% prebiotyku inuliny, 2% alginianu sodu. Do formulacji autorzy wprowadzili komórki L. paracasei. Rezultaty uzyskane przez autorów były negatywne, potwierdzone dużym spadkiem liczebności drobnoustrojów. S. Huang i wsp. [11] zastosowali 4 formulacje mające na celu ochronę mikroorganizmów podczas suszenia rozpyłowego:
1) odtłuszczone mleko w proszku;
2) odłuszczone mleko w proszku z dodatkiem 10M CaCl2;
3) odtłuszczone mleko w proszku ogrzewane przez 10 min w temp. 90°C, następnie schłodzone do 25°C;
4) odłuszczone mleko w proszku ogrzewane przez 10 min w temp. 90°C, następnie schłodzone do 25°C z dodatkiem 10M CaCl2.
Ogrzewanie miało na celu otrzymanie aglomeratów proteinowych. Do emulsji wprowadzano trzy szczepy: Lactobacillus rhamnosus GG® (ATCC 53101, LGG), Lactobacillus casei (LCZ) i Lactobacillus plantarum P-8 o koncentracji wyjściowej 3,0x109 cfu/mL. Przeprowadzone przez autorów badania dowiodły, że najwyższą przeżywalnością charakteryzowały się drobnoustroje suszone w formulacji 4., a najniższą w formulacji 2.
S. Huang i wsp. [10] dowiedli, że substancją ochronną podczas suszenia rozpyłowego może być serwatka lub serwatka z dodatkiem peptonu. Optymalne wyniki uzyskali dla 30% serwatki.
Celem badań R. Rajam i wsp. [12] było wykorzystanie fruktooligosacharydów (FOS), izolatu białka serwatkowego (WPI) oraz izolatu zdenaturowanego białka serwatkowego (DWPI) (mieszanych w różnych stosunkach wagowych) do kapsułkowania L. plantarum. Badano wpływ substancji na przeżywalność bakterii po procesie suszenia. Przeprowadzone przez autorów badania dowiodły, że większą przeżywalnością charakteryzowały się mikroorganizmy suszone FOS z dodatkiem WPI lub DWPI niż w czystym FOS, przy czym najlepszą ochronę stanowił układ FOS + DWPI. Anekella i wsp. [2] odnotowali spadek liczebności L. acidophilus i L. rhamnosus po suszeniu rozpyłowym z wykorzystaniem soku malinowego od 9.5 do 5 log cfu/mL. Podobnie Barbosa i wsp. [4] wykorzystali niefermentowany sok pomarańczowy do ochrony komórek Lactobacillus plantarum 299v i Pediococcus acidilactici HA-6111-2 podczas suszenia rozpyłowego. Autorzy także odnotowali duże spadki liczebności mikroorganizmów. Wiele różnych formulacji zawierających sacharydy, w tym disacharyd i olisacharydy, białka, w tym serwatkowe, czy odtłuszczone mleko miały na celu chronić bakterie probiotyczne podczas suszenia rozpyłowego. Niestety wielu autorów odnotowało negatywne wyniki, potwierdzając, że wybrane substancje nie chroniły bakterii.
Wniosek
Masło kakaowe zwiększa przeżywalność suszonych rozpyłowo probiotyków po 4-tygodniowym okresie ich przechowywania w temperaturze pokojowej w niskobarierowym opakowaniu.
Literatura:
[1] Annan F., Borza A.D., Hansen L.T.: Encapsulation in alginate-coated gelatin microspheres improves survival of the probiotic Bifidobacterium adolescentis 15703T during exposure to simulated gastro-intestinal conditions., Food Res. Int., 2008, 41, 184-193
[2] Anekella K., V. Orsat: Optimization of microencapsulation of probiotics in raspberry juice by spray drying. LWT Food Sci. Technol., 2013, 50, 17-24
[3] Avila-Reyesa S.V., Garcia-Suareza F.J., Jiménez M.T., Martín- Gonzalez M.F.S., Bello-Perez L.A.: Protection of L. rhamnosus by spray-drying using two prebiotics colloids to enhance the viability. Carbohyd. Polym., 2014, 102, 423-430
[4] Barbosa J., Borges S., Amorim M., Pereira M.J., Oliveira A., Pintado M.E., Teixeira P.: Comparison of spray drying, freeze drying and convective hot air drying for the production of a probiotic orange powder J. Funct. Foods., 2015, 17, 340-351
[5] Broeckx G., Vandenheuvel D., Claes I.J.J., Lebeer S., Kiekensa F.: Drying techniques of probiotic bacteria as an important step towards the development of novel pharmabiotics, Int. J. Pharm., 2016, 505, 303-318
[6] Burgain A., Gaiani C., Linder M., Scher J.: Encapsulation of probiotic living cells: From laboratory scale to industrial applications. J. Food. Eng., 2011, 104, 467-483
[7] Dimitrellou D., Kandylis P., Petrovi T., Dimitrijevic-Brankovic S., Levic S., Nedovic V., Kourkoutas Y.: Survival of spray dried microencapsulated Lactobacillus casei ATCC 393 in simulated gastrointestinal conditions and fermented milk. Food. Sci. Technol. Int., 2016, 71, 169-174
[8] Doherty S.B., Autya M.A., Stantona C., Rossa R.P., Fitzgeraldb G.F., Brodkorba A.: Survival of entrapped Lactobacillus rhamnosus GG in whey protein micro-beads during simulated ex vivo gastro-intestinal transit. Int. Dairy J., 2012, 22, 31-43
[9] Doherty S.B., Gee V.L., Ross R.P., Stanton C., Fitzgerald G.F., Brodkorb A.: Development and characterization of whey protein micro-beads as potential matrices for probiotic protection. Food Hydrocolloid., 2011, 25, 1604-1617
[10] Huang S., Cauty C., Dolivet A., Le Loir Y., Chen X.D., Schuck P., Jan G., Jeantet R.: Double use of highly concentrated sweet whey to improve the biomass production and viability of spray-dried probiotic bacteria. J. Funct. Food., 2016, 23, 453
[11] Huang S., Yang Y., Fu N., Qin Q., Zhang L., Chen X.D.: Calcium-Aggregated Milk: a Potential New Option for Improving the Viability of Lactic Acid Bacteria Under Heat Stress Food. Bioprocess. Tech., 2014, 7, 1331-1339
[12] Rajam R., Anandharamakrishnan C.: Microencapsulation of Lactobacillus plantarum (MTCC 5422) with fructooligosaccharide as wall material by spray drying Food. Sci. Technol., 2015, 60, 773-780.
[13] Ranadheera C.S., Evans C.A., Adams M.C., Baines S.K.: Microencapsulation of Lactobacillus acidophilus LA-5 L, Bifidobacterium animalis subsp. lactis BB-12 and Propionibacterium jensenii 702 by spray drying in goat’s milk Baines. Small. Ruminant. Res., 2015, 123, 155-159
[14] Sohail A., Turner M.S., Coombes A., Bostrom T., Bhandari B.. Survivability of probiotics encapsulated in alginate gel microbeads using a novel impining aerosols method Int. J. Food. Microbiol., 2011, 145, 162-168
[15] Spigno G., Garridoa G.D., Guidesi E., Elli M.: Spray-Drying Encapsulation of Probiotics for Ice-Cream Application, Chem. Eng. Tras., 2015, 43, 49-54
[16] Weinbreck N.T., Bodnár I., Marco M.L.: Can encapsulation lengthen the shelf-life of probiotic bacteria in dry products? Int. J. Food. Microbiol., 2010, 136, 364-367
Małgorzata Mizielińska, Wioletta Krawczyńska, Katarzyna Sobecka, Alicja Fedorowicz, Joanna Odrzywolska, Dariusz Kiełczewski
Doświadczenia zostały wykonane w ramach projektu PBS nr 178807 pt. „Innowacyjne metody mikroenkapsulacji szczepów bakteryjnych w produkcji preparatów probiotycznych linii pediatrycznych i ginekologicznych” (nr umowy o wykonanie i dofinansowanie projektu PBS1/B7/4/2012).
Alfa-Print Sp. z o.o.
ul. Świętokrzyska 14A
00-050 Warszawa
