Karol Bal,Alicja Kaszuba, Zbigniew Mielniczuk, Katarzyna Samsonowska
Centralny Ośrodek Badawczo-Rozwojowy Opakowań, Warszawa Mikroekstrakcja w fazie stałej (Solid Phase Microextraction, SPME) została opracowana i zastosowana we wczesnych latach 90-tych przez prof. Janusza Pawaliszyna [1,2]. Od tego czasu znajduje ona coraz większe zastosowanie do wydzielania i oznaczania wielu grup związków chemicznych, takich jak lotne związki organiczne, konserwanty
żywności, pestycydy, leki.
Szczególnie duże zastosowanie znalazła w analizie zanieczyszczeń środowiska, a także w badaniu związków zapachowych żywności, na przykład związków powodujących niekorzystne zmiany sensoryczne olejów roślinnych, pochodzące z autooksydacji kwasów tłuszczowych (jełczenie) [3-7], czy też w badaniu lotnych metabolitów grzybów [8–11]. Niewiele jest przykładów zastosowań SPME do badania opakowań do żywności [12-14]. Metoda SPME jest zwykle połączona z chromatografią gazową (GC), spektrometrią mas (MS) lub wysokociśnieniową chromatografią cieczową (HPLC).
Obecnie analiza związków migrujących z opakowania polega na wydzieleniu ich z matrycy metodą ekstrakcji ciecz-ciecz, ciecz-ciało stałe, z fazy gazowej metodą headspace. Procedury te wymagają długiego czasu, skomplikowanej aparatury i często są związane ze stosowaniem dużych ilości rozpuszczalnika. W przeciwieństwie do nich, SPME jest prostą i efektywną, zwiększającą czułość i liczbę oznaczanych związków, techniką adsorpcyjno-desorpcyjną, pozwalającą na zatężanie związków lotnych lub średniolotnych, znajdujących się w fazie gazowej lub w roztworach wodnych. SPME nie wymaga dużej ilości operacji analitycznych, dzięki czemu znacznie skraca czas analizy oraz zmniejsza prawdopodobieństwo popełnienia błędów grubych i systematycznych. Ogranicza też znacznie użycie drogich i toksycznych rozpuszczalników, co znacznie eliminuje efekty wpływu matrycy. Na fot. 1 pokazana jest strzykawka do mikroekstrakcji SPME z wysuniętym z igły włóknem adsorbującym.
Cel pracy
Celem pracy było zastosowania SPME do identyfikacji małocząsteczkowych lotnych związków migrujących z opakowań z tworzyw sztucznych, wykazujących niekorzystne właściwości organoleptyczne oraz rozszerzenie tej metody do oznaczania związków nielotnych bezpośrednio w płynie migracyjnym (wodzie).
Woda destylowana, płyn modelowy typu A dla żywności uwodnionej w badaniu migracji globalnej jest jedynym medium, z którego można przeprowadzić ekstrakcję metodą SPME. Inne płyny modelowe, takie jak 3% kwas octowy, roztwory etanolu, izooktan czy oliwa z oliwek powodują dezaktywację włókna.
Materiał i metody
Na rynku sprzętu analitycznego dostępne są włókna pokryte różnego rodzaju materiałami, takimi jak np.: polidimetylsiloksan (PDMS), polidimetylsiloksan/diwinylbenzen (PDMS/DVB) czy też carbowax/diwinylbenzen (CW/DVB).
W badaniach zastosowano m.in. włókno 65 µm polidimetylsiloksan/diwinylbenzen (PDMS/DVB) firmy Supelco. Włókna przed zastosowaniem do analizy były kondycjonowane zgodnie z zaleceniami producenta.
Do badań wykorzystano następujące opakowania z tworzyw sztucznych oraz produkty codziennego użytku przeznaczone do bezpośredniego kontaktu z żywnością dostępne na rynku krajowym, które charakteryzowały się negatywnymi właściwościami organoleptycznymi (głównie zapachem):
n kubki na napoje dla dzieci wykonane z polipropylenu,
n pojemnik z pokrywą na żywność wykonany z polipropylenu,
n bezprzewodowy czajnik elektryczny wykonany z polipropylenu,
n torebka z folii wielowarstwowej PE/ADH/MetPET z nadrukiem zewnętrznym,
n torebka z folii polietylenowej (LDPE).
Migrację do płynu modelowego A (woda destylowana) z kubka oraz pojemnika wykonano zgodnie z normą PN-EN 1186-9:2006 „Materiały i wyroby przeznaczone do kontaktu z produktami spożywczymi. Metody badań migracji globalnej do wodnych płynów przez napełnienie wyrobu” w następujących warunkach kontaktu: dla kubka zastosowano czas 1 godzina w temp. 40°C, a dla pojemnika 10 dni w temp. 40°C.
Zagotowaną wodę w czajniku pozostawiono na 24 godziny w temperaturze pokojowej 23°C.
Migrację z folii wielowarstwowej przeprowadzono zgodnie z normą PN-EN 1186-7: 2006 „Materiały i wyroby przeznaczone do kontaktu z produktami spożywczymi. Metody badań migracji globalnej do wodnych płynów z zastosowaniem torebki” w następujących warunkach kontaktu: 10 dni w temp. 40°C.
Ekstrakcję na włókno SPME prowadzono z płynu modelowego w czasie 1 godziny w temperaturze pokojowej 23°C.
Badania chromatograficzne wykonano z zastosowaniem chromatografu gazowego, model 5890 Seria II firmy Hewlett-Packard, wyposażonego w detektor mas model 5972. Do rozdziału związków użyto kolumny kapilarnej HP-FFAP o długości 30 m, średnicy wewnętrznej 0,25 mm i grubości filmu fazy 0,25 µm. Kolumna była ogrzewana od 40 do 150°C z szybkością 3°C, a następnie z szybkością od 8 do 250°C. W tej temperaturze utrzymywano kolumnę przez 5 min. Izoterma początkowa (40°C) wynosiła również 5 min. Temperatura dozownika i detektora wynosiła 240°C. Jako gaz nośny zastosowano hel przy nadciśnieniu 6.5 psi w 40°C, stosując metodę stałego przepływu (0.95 ml/min.). Włókno po ekstrakcji związków z płynu modelowego było manualnie wprowadzane do dozownika chromatografu, gdzie następowała ich desorpcja. Desorpcję przeprowadzano przez 5 min. w temperaturze dozownika. Schemat procedury analitycznej ekstrakcji z fazy gazowej metodą SPME przedstawiono na rys. 1. Widma mas rejestrowano w zakresie mas m/z = 50-450. Identyfikację związków przeprowadzono przez porównanie zarejestrowanych widm mas ze standardową biblioteką widm mas – WILEY 138. L.
Wyniki badań
Zadrukowany laminat: PE/ADH/MetPET/DRUK
Migrację do płynu modelowego A (woda) przeprowadzano metodą torebkową w temperaturze 40°C przez 10 dni. Ekstrakcję SPME prowadzono w temp. pokojowej, mieszając w zakapslowanej butelce o poj. 50 ml (25 ml roztworu) przez 1 h. Wynik ekstrakcji SPME (włókno PDMS/DVB) przedstawiono na rys. 2.
W tym przypadku wykryto m.in. następujące związki: węglowodory nienasycone (np. 7-heksadecen, 9-oktadecen), benzofenon (rys. 3) występujący w ilości ok. 33% wszystkich związków, ionol (2,6-ditertbutyl-4-metylofenol) oraz dość duża ilość (ponad 40%) 2,2-dimetoksy – 1,2-difenyloetanon zwany również 2,2-dimetoksy – 2-fenyloacetofenonem (rys. 4). Prawdopodobnie związek ten, podobnie jak benzofenon, został zastosowany jako fotoinicjator.
Należy nadmienić, że benzofenon jest traktowany przez Europejski Urząd ds. Bezpieczeństwa Żywności (EFSA) jak związek zagrażający zdrowiu ludzi. W laboratorium chromatograficznym COBRO, zajmującym się badaniem migracji specyficznej związków chemicznych z opakowań do żywności, została opracowana metoda oznaczania migracji i zawartości 4-MBP i BP w płynach symulujących żywność metodą chromatografii gazowej sprzężonej z detektorem spektrometrii mas (GC/MS) [17, 18].
Kubki na napoje dla dzieci wykonane z polipropylenu (fot. 2)
Migrację prowadzono w temp. 40°C przez 1 godzinę. Ekstrakcję SPME (włókno PDMS/DVB) prowadzono w temp. pokojowej, w zakapslowanej butelce o poj. 50 ml (pojemność roztworu 25 ml) mieszając przez 1 h.
Stwierdzono obecność niezwykle groźnych dla dzieci ftalanów (pochodne kwasu 1,2-benzenodikarboksylowego), a także obecność amidu kwasu oleinowego, benzofenonu, ftalanu bis (2-etyloheksylu). W mniejszych ilościach wykryto węglowodory alifatyczne C16 i C18 oraz alkohol C18.
Pojemnik z pokrywą na żywność wykonany z polipropylenu (fot. 3)
Migrację do płynu modelowego A (400 ml) prowadzono w temp. 40°C, przez 10 dni. Ekstrakcję SPME prowadzono w temperaturze pokojowej, mieszając w zakapslowanej butelce o poj. 50 ml (25 ml roztworu) przez 1 h.
W płynie modelowym po migracji z pojemnika PP wykryto węglowodory alifatyczne C16 i C18, estry kwasów alifatycznych C13 i C18 (dominujący, ok. 50% zawartości wszystkich związków, czas retencji 57,29 min.).
Bezprzewodowy czajnik elektryczny wykonany z polipropylenu (fot. 4)
Ten produkt, wykonany z marnej jakości tworzywa PP o bardzo intensywnym chemicznym zapachu, napełniono wodą, którą po zagotowaniu i ostudzeniu do temperatury pokojowej poddano ekstrakcji SPME. W tym celu 20 ml wody odlano do zlewki zaopatrzonej w mieszadło magnetyczne i ekstrahowano w temperaturze pokojowej przez 1 h.
Wyniki dla włókna niebieskiego (PDMS/DVB) przedstawiono na chromatogramie (rys. 5). W tym przypadku dominującym pikiem jest antyutleniacz 2,4,6 – tri-sec-butylofenol (czas retencji 39,27 min), ponadto zidentyfikowano pochodne kwasu 1,2-benzenodikarboksylowego (ftalany) oraz kwasy tertradekanowy i heksadekanowy.
Torebka z folii polietylenowej (LDPE)
Migrację do płynu modelowego A (3 * 100 ml) przeprowadzono metodą torebkową w temp. 40°C przez 10 dni. Ekstrakcję SPME prowadzono w temperaturze pokojowej, mieszając w zakapslowanej butelce o poj. 50 ml (25 ml roztworu) przez 1 h. Wyniki ekstrakcji SPME (włókno PDMS/DVB) z płynu modelowego A) przedstawiono na chromatogramie (rys. 6).
Stwierdzono obecność takich związków, jak ftalany (pochodne kwasu 1,2-benzenodikarboksylowego), węglowodory, estry, nadtlenki (1,1”-oxybisoktan), a także w sporych ilościach difenylometanon (czas retencji 49,99 min.). Ten ostatni związek jest bardziej znany pod nazwą benzofenonu.
Podsumowanie
Metoda mikroekstrakcji do fazy stałej (SPME) może być zasto-sowana do identyfikacji związków lotnych odpowiedzialnych za zmiany sensoryczne opakowań z tworzyw sztucznych, przeznaczonych do kontaktu z żywnością. Zidentyfikowane związki są w wielu wypadkach szkodliwe i mogą stanowić zagrożenie dla zdrowia. Dotyczy to szczególnie przedmiotów codziennego użytku, przeznaczonych do stosowania przez dzieci, dla których te przyciągające uwagę swoją bogatą kolorystyką produkty mogą stanowić duże zagrożenie (np. wymienione powyżej kubki na napoje).
SPME jest szybką metodą i z powodzeniem może być zastosowana do skriningowych badań materiałów opakowaniowych i opakowań przeznaczonych do pakowania żywności uwodnionej.
Metoda SPME może posłużyć do rozszerzenia oferty laboratorium o badania i kontrolę opakowań oraz materiałów wykazujących negatywne cechy organoleptyczne.
Literatura
[1] Arthur C. L., Pawliszyn J.: Solid-phase microextraction with thermal Desorpption using fused silica optical fibers, Anal. Chem. 1990, (62) s. 2145-2148.
[2] Zhang Z., Pawliszyn J.: Headspace solid-phase microextraction, Anal. Chem. 1993, (65) s. 1843 – 1852.
[3] Jele H. H. i in.: Headspace Solid Phase Microextraction Use for the Characterization of Volatile Compounds in Vegetable Oils of Different Sensory Quality J. Agr. Food Chem. 2000 (48) s. 2360-2367.
[4] Mildner – Szkudlarz S. i in.: Application of headspace – solid phase microextraction and multivariate analysis for plant oils differentiation, Food Chem. 2003 (83) s. 515-522.
[5] Doleschall F. i in.: Monitoring of lipid degradation products by solid-phase microextraction J. Microb. Separation 2001 (13) s. 215-220.
[6] Doleschall F. i in.: A new analytical method to monitor lipid peroxidation during bleaching Europ. J. Lipid Sci. Techn. 104 (2002) s. 14-18.
[7] Marsili R. T.: Shelf-life prediction of processed milk by solid-phase microextraction, mass spectrometry and multivariate analysis J. Agr. Food Chem. 2000 (48) s. 3470-3475.
[8] Jele H. H.: Use of solid phase microextraction (SPME) for profilig fungal volatile metabolites Lett. Appl. Microb. 2003 (36) s. 263-267.
[9] Boerjesson T. i in.: Off odours compounds produced by molds on oatmel agar: identification and relation to other growth characteristics J. Agr. Food Chem. 1993 (41) s. 2104-2111.
[10] Jele H. i Wąsowicz E.: Volatile fungal metabolites and their relation to the spoilage of agricultural commodities Food Rev. Intern. 1998 (14) s. 391-426.
[11] Larsen T. O. i Frisvald J. C.: Chemosystematics of Penicillium based on profiles volatile metabolites Mycol. Res. 1995 (99) s. 1167-1174.
[12] Mielniczuk Z. i Pogorzelska Z.: Zastosowanie mikroekstrakcji w fazie stałej (SPME) do badania migracji specyficznej COBRO, Warszawa 2003.
[13] Ezquerro Ó. i in.: Direct quantitation of volatile organic compounds in packaging materials by headspace solid-phase microextraction-gas chromatography–mass spectrometry J. Chrom. A 2003 (985) s. 247-257.
[14] Rodriquez-Lafuente A. Determination of fifteen active compounds released from paraffin-based active packaging in tomato samples via microextraction techniques Anal. Bioanal. Chem. 2009 (395) s. 203-211.
